Piloto

npj Clean Water volumen 6, Número de artículo: 52 (2023) Citar este artículo

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La calidad del agua potable (DW) puede cambiar durante la distribución, lo que provoca cambios de sabor y olor y un nuevo crecimiento microbiano. Las plantas piloto que imitan las redes de distribución son cruciales para comprender estos cambios. Presentamos un nuevo diseño de planta piloto, que incluye material de tuberías, sensores e instrumentación. Los tres bucles independientes (de 100 m cada uno) del piloto presentan un comportamiento idéntico, lo que permite probar simultáneamente tres condiciones. El monitoreo incluye la formación de compuestos de sabor y olor, el recrecimiento de microorganismos y los cambios de carbono orgánico disuelto. Las mediciones en tiempo real permiten un monitoreo continuo y es factible tomar muestras de biopelículas en el interior de las tuberías. La modularidad del piloto facilita el estudio de los efectos del cambio climático, los diferentes materiales de las tuberías y las fuentes de agua sobre la calidad del DW en la red de distribución.

Garantizar la calidad del agua potable (DS) a los clientes es fundamental para las empresas de DW. La calidad higiénica y estética del agua está influenciada por procesos fisicoquímicos y microbianos en el agua de origen, durante su producción, almacenamiento y distribución. DW no es un producto estéril después de su producción, por lo tanto, el crecimiento microbiano y la conversión de componentes orgánicos y nutrientes en el sistema de distribución de DW (DWDS) pueden provocar problemas de olor y sabor, turbidez, decoloración, daños al material de las tuberías y posible contaminación con patógenos bajo influencia de diversos parámetros ambientales1,2. Para estudiar los cambios de calidad en un entorno seguro pero realista, se pueden utilizar plantas piloto de DWDS.

En esta comunicación, presentamos un diseño DWDS a escala piloto destinado a estudiar comunidades microbianas, formación de biopelículas y eventos de sabor y olor. Este piloto incorpora características innovadoras como monitoreo en línea, compuestos orgánicos volátiles (COV) y muestreo de biopelículas, y secciones de tuberías modulares. Al integrar estas capacidades, podemos examinar de cerca la intrincada dinámica dentro del DWDS. Además, nuestros experimentos iniciales demuestran la reproducibilidad del sistema, destacando su fiabilidad. Es importante destacar que encontramos que la presencia de válvulas de muestreo no ejerce ninguna influencia discernible sobre la composición bacteriana. Estos resultados prometedores sientan una base sólida para futuros esfuerzos de investigación, facilitando una comprensión más profunda de los factores que impulsan los cambios en la calidad del agua y allanando el camino para estrategias de mitigación efectivas.

La instalación piloto consta de una estructura de 5,2 m × 2,6 m que contiene 3 bucles idénticos de tuberías (Fig. 1 y Fig. 1 complementaria). Para el material de las tuberías, se eligió PVC-U después de consultar la literatura y con diferentes empresas de DW en Flandes (Figura complementaria 2). Todos los materiales utilizados en este piloto cumplen con la normativa nacional belga DW (requisitos Hydrocheck de Belgaqua) (Bode GmbH, Alemania).

La estructura es de 5,2 m × 2,6 m. Se indican los tres bucles idénticos.

Cada bucle tiene un diámetro de DN80 y una longitud total de 100 m de DN80. La relación superficie-volumen resultante es ~50 m-1, superando con creces el mínimo de 25 m-1 para tener suficiente actividad biológica en la transformación de productos orgánicos en olor, sabor, color y DBP3 y tener <5% ( 25 L) desviación de volumen al tomar la muestra. Cada bucle tiene tres secciones de tubería de 4 m al principio, en el medio y al final del bucle que se instalan mediante conexiones de brida atornilladas y válvulas de mariposa tipo LUG (Figura complementaria 1, flechas rojas). Estas válvulas permiten cambiar fácilmente las tuberías en las secciones de 4 m, probar otros materiales de tubería o instalar tuberías viejas con, por ejemplo, superficies internas corroídas o una biopelícula madura para examinar su influencia en la calidad del agua potable.

Se monta una válvula de retención anticontaminación tipo EA antes de la conexión del piloto para proteger la red interna de agua potable del edificio de cualquier posible contaminación causada por los experimentos piloto. En la circulación de cada circuito se pueden utilizar tanques de compensación de 1 m3 de polietileno de alta densidad (HDPE) no transparente (Mauser, Alemania). Estos recipientes se pueden intercambiar fácilmente con un transportador de paletas, de modo que se puedan conectar varios lotes de agua (potable) para experimentos.

El piloto se puede operar en una configuración de circuito cerrado con o sin el uso del tanque de compensación en una configuración de circuito abierto, y el modo de paso único para lavar después y antes de nuevos experimentos (Figura 1 complementaria). ). Estas opciones de flujo nos permiten examinar la influencia de diferentes tiempos de retención hidráulica. Según la empresa de agua potable local, el 95 % de su agua potable se entrega al cliente en un plazo de cinco días, y el 35 % de los clientes recibe su agua en un día (Figura complementaria 3).

La velocidad media del flujo en el DWDS flamenco es de 0,08 m/s (Figura complementaria 4), que se utilizará para los experimentos de reproducibilidad. Por lo tanto, seleccionamos las bombas para que tuvieran una velocidad de flujo entre 0 y 0,5 m/s, teniendo en cuenta la longitud de 100 m y el diámetro de la tubería DN80. Se eligieron bombas centrífugas verticales de múltiples etapas controladas por frecuencia (Grundfos, Dinamarca) (Figura complementaria 6). Teniendo en cuenta el régimen de flujo deseado (0,00 m/s–0,50 m/s, valor medio 0,08 m/s) para futuros experimentos, se equipó un circuito con un Grundfos CRNE 3-4, con un rango de funcionamiento de entre 0,5 m3/h. (0,03 m/s para DN80) y 5,2 m3/h (0,29 m/s para DN80). Los otros dos circuitos estaban equipados con una bomba Grundfos CRNE 5-4, que tiene un rango de funcionamiento entre 1,0 m3/h y 10,0 m3/h (0,06-0,55 m/s para DN80).

La bomba de alto flujo (CRNE 5-4) también se puede utilizar como bomba de lavado a alta velocidad (0,55 m/s) para la limpieza después y antes de nuevos experimentos. En el lado de presión de cada bomba, se instaló un recipiente a presión de 60 L Wellmate WM4 (Pentair, Estados Unidos) para compensar la pérdida de presión en el sistema, por ejemplo, debido al muestreo (Figura 1 complementaria).

En cada circuito, el caudal se controla mientras que la presión, la temperatura, el pH y la conductividad del sistema se registran automáticamente (Figura 1 complementaria). Para el control visual en el sitio, se incluye un medidor de flujo electromagnético Picomag (Endress+Hauser AG, Suiza) en cada circuito, entre el inicio del circuito y los intercambiadores de calor.

La presión del sistema es monitoreada tanto por las bombas mencionadas anteriormente como por un interruptor de presión E&H Ceraphant PTP31B (Endress+Hauser AG, Suiza) en cada circuito. Además, todas las bombas tienen su lectura de presión generada. El pH se controla utilizando un sensor E&H Memosens (Endress+Hauser AG, Suiza) por bucle, alojado en un E&H Flowfit CPA250 (Endress+Hauser AG, Suiza) (Figura complementaria 7).

Al comienzo de cada bucle, existe la posibilidad de conectarse a un dispositivo OnCyt-00 Duo (Oncyt, Suiza) que automáticamente toma una muestra de agua, la tiñe y la envía a un citómetro de flujo (Accuri C6+, BD Biosciences, Bélgica). ) que mide la muestra.

Bombear agua activamente en un circuito cerrado tiene el riesgo de calentar el agua. Dado que la actividad (micro)biológica y otros procesos de transformación (bio)química están influenciados por los cambios de temperatura, es esencial mantener una temperatura estable para comprender completamente estas transformaciones. Además, el control de la temperatura permite probar los efectos de tener temperaturas más altas del agua cruda o un aumento de la temperatura del suelo (y por lo tanto de la temperatura de las tuberías) debido al cambio climático.

Hay tres transmisores de temperatura E&H TMR31 (Endress+Hauser AG, Suiza) en cada circuito: uno mide el agua de retorno justo antes de la bomba, mientras que el segundo y el tercero están montados antes y después de los intercambiadores de calor. Los intercambiadores de calor fabricados a medida son sistemas tubo en tubo (IEC, Bélgica).

Cada circuito está equipado con seis válvulas de muestreo; dos tipos de válvulas en tres ubicaciones de muestreo dentro del circuito, para muestrear/medir el agua al principio, en el medio y al final del circuito (Figuras complementarias 1 y 8). Las válvulas de bola de acero inoxidable (SS) (DN15) permiten la esterilización por calor (llama) de la válvula antes del muestreo. Como segunda válvula de muestreo, se utilizan válvulas de bola de acero inoxidable con un grifo de drenaje adicional para conexiones de manguera para conectar tubos para citometría de flujo en línea. Además, tanto los tanques de inercia de 1 m3 como las líneas de succión de las bombas tienen sus propias conexiones de muestreo para tomar muestras del agua entrante.

Para el control del sistema y la visualización de las diferentes señales medidas, se utiliza un PLC Siemens de 12” HMI (KTP1200) (Siemens, Países Bajos) para ejecutar los tres circuitos de circulación, así como los circuitos de refrigeración. La HMI se utiliza para visualizar el proceso, los valores de la instrumentación (en línea), así como para interactuar (arranque/parada/configuraciones de frecuencia) con las bombas de circulación y las válvulas reguladoras. El PLC también permite almacenar los datos mediante conexión ethernet a los servidores centrales. Las posibles alarmas o avisos se visualizan tanto en pantalla como en campo mediante una columna de señalización, que incluye señalización luminosa y acústica (Siemens, Países Bajos).

Los tres circuitos del DWDS a escala piloto se operaron simultáneamente en paralelo, haciendo circular la misma agua a un caudal de 23,5 ± 0,5 l/m (1,4 m3/h), a una temperatura promedio de 16,3 ± 0,44 °C, y conductividad de 431 ± 1,5 µS/cm durante 7 días (Fig. 2). Para examinar la reproducibilidad entre los tres bucles se analizó la composición físico-química del agua. La temperatura, la conductividad, la presión, el pH y el flujo del agua se midieron continuamente utilizando los sensores en línea del piloto.

una temperatura; b conductividad y c pH. Las mediciones se tomaron continuamente. El día 0 corresponde a las mediciones posteriores a la limpieza del piloto, después de introducir el agua en los loops. Bucle 1 = rojo; bucle 2 = verde; bucle 3 = azul.

Las concentraciones de la composición química oscilaron entre: N total, 2,7 y 3 mg/L; NPOC, 2 y 2,8 mg/L; Cl-, 30,2 y 30,6 mg/L; NO3-, 11,8 y 12,4 mg/L; SO42-, 25,6 y 36 mg/L; Na+, 23 y 23,9 mg/L; K+, 3,5 y 23,1 mg/L; Mg2+, 5,6 y 5,8 mg/L; Ca2+, 54 y 60,7 mg/L (Fig. 3).

Resultados para (a), carbono orgánico no purgable (NPOC) (b), Cl- (c), NO3- (d), SO42- (e), Na+ (f), K+ (g), Mg2+ (h) y Ca2+ (i). Cada día se midió una muestra de cada bucle durante 7 días. Para las mediciones de NPOC, se midieron y promediaron triplicados técnicos. El día 0 corresponde a las mediciones posteriores a la limpieza del piloto, previo a la introducción del agua en los loops. Bucle 1 = rojo; bucle 2 = verde; bucle 3 = azul.

Estos parámetros siguieron tendencias similares en los tres bucles (p > 0,05). Podemos observar picos de SO42- el día 5 (25,64 mg/L), un pico de K+ en el circuito 1 el día 2 (23,14 mg/L), un pico similar en el circuito 2 el día 3 (23,12 mg/L) y un cambio en la concentración de Ca2+ en el circuito 2 el día 4 (53,95 mg/L) (Fig. 3).

Se midió la aparición de componentes de sabor y olor en los tres bucles para examinar su comportamiento en el DW recirculado y estudiar la reproducibilidad entre los bucles. Se tomaron muestras el día 0, el día 3 y el día 7 en el medio de cada ciclo.

Se cuantificaron seis de los treinta y dos compuestos objetivo (Tabla complementaria 3). Los otros veintisiete compuestos no se detectaron (es decir, una relación señal-ruido inferior a 3, para 23 compuestos) o no fueron cuantificables (es decir, una relación señal-ruido inferior a 10, para 4 compuestos). Para todos los compuestos, las desviaciones estándar relativas (RSD) dentro y entre los bucles el día 0 fueron del 4 al 25% y del 10 al 19%, respectivamente. La concentración de estos compuestos a lo largo del tiempo fue significativamente similar en los tres bucles para 3-metilbutanal, 2,6-nonadienal, β-ciclocitral, cloroformo y BHT (Kruskal-Wallis, p > 0,05), pero difirió para MTBE (Kruskal-Wallis, p > 0,05). Wallis, p > 0,05). Hay un aumento en la aparición a lo largo del tiempo de 2,6-nonadienal, MTBE y BHT (Kruskal-Wallis, p < 0,05) y no hay un aumento significativo de 3-metilbutanal, β-ciclocitral y cloroformo (ANOVA o Kruskal-Wallis, p > 0,05).

Dado que DW circula desde el inicio del experimento hasta el día 7, se puede esperar un aumento en la concentración de células bacterianas. Sin embargo, la pregunta es si los tres bucles se comportan de manera similar y si los resultados son reproducibles en los tres bucles durante el transcurso del experimento. Por lo tanto, el (re)crecimiento bacteriano y la huella digital se examinaron simultáneamente en los tres bucles, en las válvulas de muestreo al principio, en el medio y al final de la tubería mediante citometría de flujo.

No se encontraron diferencias significativas en los recuentos microbianos en los tres bucles (Fig. 5d) (Kruskal-Wallis, p > 0,05) o en los puntos de muestreo de cualquiera de los bucles (Fig. 5a-c) (Kruskal-Wallis, p > 0,05), lo que indica que tampoco hay influencia de las válvulas de muestreo. La huella citométrica no cambia significativamente entre los bucles o los días (PERMANOVA, p > 0,05). Sin embargo, se puede observar una tendencia no significativa en función del tiempo (Fig. 6), y al comparar el día 0 y el día 7 se observa una diferencia significativa (PERMANOVA, p < 0,001). Estos cambios de huellas dactilares podrían deberse al cambio en el medio ambiente después de la recirculación, como el agotamiento de nutrientes o la lixiviación de las tuberías. Para calcular las huellas digitales diarias para cada ciclo, agrupamos las muestras recolectadas al principio, a la mitad y al final de cada día.

Nuestros hallazgos demuestran que los tres circuitos idénticos (100 m) del piloto exhiben un comportamiento consistente durante un período operativo de 7 días. El perfil iónico, la carga bacteriana, el perfil de COV y las tendencias generales en cada bucle fueron similares (figs. 2 a 6). Seleccionamos un período de 7 días como tiempo de retención hidráulica (HRT) representativo para DWDS, considerando que la mayoría de los clientes en Flandes reciben su DW con un HRT inferior a 5 días (Figura complementaria 3). Además, los puntos de muestreo dentro de cada bucle (principio, medio y final) no tuvieron un impacto notable en estos parámetros (Figs. 2 a 6), lo que indica que monitorear la calidad del DW en un solo punto de muestreo por bucle es suficiente.

Resultados para (a), 2,6-nonadienal (b), β-ciclocitral (c), metil terc-butil éter (MTBE) (d), cloroformo (e) e hidroxitolueno butilado (BHT) (f). Siempre que la lectura estuvo por debajo del valor de detección, se registró como cero. El día 0 corresponde a las mediciones posteriores a la limpieza del piloto, después de introducir el agua en los loops. Bucle 1 = rojo; bucle 2 = verde; bucle 3 = azul.

Resultados para (a) bucle 1, (b) bucle 2, (c) bucle 3, (d) y la densidad promedio del punto inicial, medio y final de cada bucle. Las muestras se midieron en línea dos veces al día (AM y PM) durante 7 días. El día 0 corresponde a las mediciones posteriores a la limpieza del piloto, después de introducir el agua en los loops. Bucle 1 = rojo; bucle 2 = verde; bucle 3 = azul.

Las muestras se midieron dos veces (AM y PM) durante 7 días. Para calcular la huella citométrica, para cada bucle se combinaron las muestras tomadas al principio, en la mitad y al final del bucle. El día 0 corresponde a las mediciones posteriores a la limpieza del piloto, después de introducir el agua en los loops.

A lo largo del período de 7 días, el perfil de COV en los tres bucles mostró similitudes (Fig. 4). Los niveles de BHT en el agua aumentaron durante el transcurso del experimento, superando significativamente los niveles iniciales al final del día 7 (p <0,001, Anova-Tukey) (Tabla complementaria 4). Estudios anteriores han informado sobre la lixiviación de PE en el sistema4,5, y especulamos que la lixiviación de los tanques de amortiguación de HDPE puede contribuir a este aumento. Sin embargo, el aumento observado fue constante en los tres circuitos (un factor promedio de 7), lo que lo convierte en un compuesto modelo prometedor para investigar la lixiviación de COV de nuevas tuberías de plástico en experimentos futuros.

El agua potable utilizada en este experimento fue producida a partir de agua superficial por el proveedor de agua local (FARYS). El agua superficial exhibe niveles de calcio más bajos, NPOC más alto y temperaturas elevadas en comparación con el agua subterránea (Tabla complementaria 2), lo que la hace adecuada para estudiar el impacto potencial del aumento de las temperaturas debido al cambio climático en la calidad del agua potable. La empresa local de agua potable añade cloro libre como desinfectante residual en las instalaciones de producción de agua, con una concentración máxima de 0,250 mg/l de cloro libre según los límites flamencos de agua potable. Sin embargo, debido al largo tiempo de retención hidráulica en el DWDS, todo el cloro libre se consume antes de ingresar a la infraestructura piloto. Las mediciones del agua potable entrante utilizadas en el piloto no mostraron concentraciones detectables de cloro libre por encima del límite de 0,02 mg/L.

Existen ciertas limitaciones de esta planta piloto, como la longitud relativamente corta de los bucles (100 m) en comparación con las longitudes de tubería que normalmente se encuentran en el campo. Esto también afecta la precisión del estudio de los tiempos de retención hidráulica. Además, esta planta piloto no puede replicar los desafíos de calidad del agua potable, como las fugas e infiltraciones de agua. Además, el caudal se mantuvo a (21,5 ± 9,5) m3/h, correspondiente a una presión de aproximadamente 2 bar. En el DWDS la presión típica es de 2,5 bar, aunque puede variar según el uso a lo largo del día6. Otra empresa local informa de una amplia variabilidad en términos de presión (1,5 a 8 bar) (Waterdruk En Debiet | Farys, sf). Estas diferencias de presión podrían tener algún impacto en el crecimiento de la comunidad microbiana.

Los pilotos de DWDS presentan una oportunidad para estudiar cambios de calidad en un entorno controlado y realista. A continuación, mencionamos algunos de sus posibles usos.

Si bien los productos de desinfección desempeñan un papel muy importante en el saneamiento del agua, generan subproductos de la desinfección (DBP) que podrían dañar potencialmente la salud humana, aunque la evidencia no es concluyente7. Esto se ha traducido en la optimización en el uso de desinfectantes, e incluso en el cambio de estrategias de desinfección por parte de determinadas empresas de servicios públicos8. Una planta piloto de un DWDS podría permitir explorar más a fondo la formación de DBP tras diferentes tratamientos del agua y cómo afectan a los microorganismos del agua y la formación de COV.

Con el tiempo, los DWDS desarrollan depósitos sueltos, incrustaciones de tuberías y biopelículas. Cuando este entorno se altera, el material puede movilizarse y entrar en el agua, creando situaciones potencialmente peligrosas [35][36]. Si bien las alteraciones ambientales son comunes en los DWDS (p. ej., cambio en la fuente de agua o en la proporción de mezcla de las fuentes, cambios operativos...), sus efectos sobre la calidad del DW están poco estudiados9,10. Además, se sabe que las tuberías antiguas son más vulnerables a la contaminación y tienen una mayor formación de biopelículas y corrosión11. El sistema modular de la planta piloto presentado en este estudio permite utilizar los tramos actuales de 4 m para introducir tuberías envejecidas del DWDS existente, o de diferentes materiales (Figura 1 complementaria).

Más del 90% de las bacterias del DWDS están presentes como una biopelícula12. Las biopelículas pueden inducir la aparición de DBP, causar degradación/formación de sabor y olor (T&O) y albergar microorganismos e invertebrados patógenos. Para estudiar su formación dentro de las tuberías, proponemos el uso de un sistema de cupones impresos en 3D como se describe en la Figura complementaria 9 para observar la formación de biopelículas. Estos cupones son similares a los descritos por Fish et al.13: son insertos removibles hechos del mismo material que las tuberías (PVC-U en nuestro caso). Sin embargo, en el sistema que presentamos se puede extraer y analizar todo el inserto, en lugar de una pequeña parte. Para lograr una biopelícula estable, recomendaríamos esperar alrededor de un total de 500 días como sugiere la ref. 14.

El olor y el sabor en el agua potable pueden afectar la percepción del consumidor sobre la seguridad del agua y desincentivar el consumo de agua del grifo. Para probar la aparición y evolución de estos eventos, esta planta piloto tiene la capacidad de utilizar extracción por adsorción con barra agitadora (SBSE), que puede muestrear pasivamente y preconcentrar (semi)COV. En el centro de cada bucle, hay una sección de seis orificios roscados de PVC y sus correspondientes tapas que se pueden cerrar. En estos agujeros se coloca un contenedor de malla de PP, que puede contener barras agitadoras para SBSE. La sección con los orificios se puede aislar mediante válvulas de mariposa estilo GF LUG (tipo 038) DN80. Se proporciona una derivación para continuar el flujo de agua durante el manejo de las barras agitadoras (Figura complementaria 10). Otro uso importante de las plantas piloto es utilizarlas para estudiar la aparición de contaminantes como productos farmacéuticos, disruptores endocrinos y/o pesticidas en DW15,16.

Finalmente, la planta piloto puede servir como caso de prueba para el desarrollo, calibración y validación de modelos matemáticos que pueden usarse para soporte operativo y control en tiempo real de DWDS y que actualmente están infrautilizados.

Para eliminar el polvo y la suciedad presentes en el interior de la instalación, se limpió la planta piloto mediante enjuague y desinfección. Cada tanque de compensación se llenó con agua del grifo y se inició la circulación a un caudal bajo. Se agregó NaOCl (VWR, Francia) hasta una concentración de 1 mg/L de cloro libre en el sistema, luego de lo cual el sistema se dejó recirculando durante 1 h a la capacidad máxima de las bombas. Después de este proceso de limpieza, el sistema se lavó con agua del grifo durante 1 hora para eliminar el cloro restante.

Luego, los tres tanques de amortiguación se llenaron con agua potable local del grifo (ver características en la Tabla S2) y el agua se introdujo en los circuitos. Luego se cerró el sistema y funcionó durante 7 días, durante los cuales se tomaron muestras por la mañana (AM, 11 h) y por la tarde (PM, 16 h) para cada bucle en los puntos de muestreo inicial, medio y final. Se eligió el período de 7 días como HRT representativo del DWDS, considerando que en Flandes el 95% de los clientes reciben su agua potable con un HRT inferior a 5 días (Fig. S3). La velocidad del flujo se fijó en 0,08 m/s (24 m3/h) y la temperatura se fijó en 15 °C. Durante el experimento, el agua se recirculó a través de los circuitos y tanques de compensación a presión ambiente.

Las muestras de agua se recogieron en viales de 40 ml sin TOC (Sievers, Alemania) y se almacenaron en una cámara fría a 6 °C antes del análisis. El carbono orgánico no purgable (NPOC) se analizó con un analizador de carbono orgánico total (TOC V-CPN, Shimadzu, Japón).

Las muestras de ICP-OES se recogieron en tubos Falcon de plástico de 50 ml (Greiner, Alemania) y se añadió a cada muestra 1 v% de una solución concentrada de HNO3 al 65 % (Chem-Lab, Bélgica) para mantener los metales presentes en la solución. de Fe, Mn y P en las muestras filtradas (0,45 µm) se midieron utilizando espectrometría de emisión óptica de plasma acoplado inductivamente (ICP-OES Thermo Scientific TM iCAPTM 7000, EE. UU.).

Na+, K+, Mg2+, Ca2+, NH4+, Cl-, NO3- y SO42 se midieron mediante IC (cromatografía iónica) usando un 930 Compact IC Flex, equipado con una columna Metrosep A Supp 5-150/4.0, una columna Metrosep A Supp Guardacolumna 4/5/4.0 y detector de conductividad 850 IC (Metrohm, Suiza). Los cationes se eluyeron a un caudal de 0,7 ml/min utilizando HNO3 1,7 mM (2 M; ThermoFisher Scientific, EE. UU.) y ácido 2,6-piridinadicarboxílico 1,7 mM (≥99,5 %; Sigma-Aldrich, EE. UU.). Los aniones se eluyeron a un caudal de 0,7 ml/min utilizando NaHCO3 1,0 mM (≥99,5%; Carl Roth, Alemania) y Na2CO3 3,2 mM (≥99,5%; Carl Roth, Alemania).

Las muestras de agua se recolectaron en botellas de color ámbar prelimpiadas de 500 ml, después de abrir el grifo durante 10 segundos y sin dejar espacio libre en las botellas. Luego, las muestras se almacenaron a 4 °C en la oscuridad y se analizaron dentro de las 12 h. La preconcentración de los analitos se realizó utilizando SBSE con una fase absorbente de polidimetilsiloxano (PDMS). Después de la desorción térmica a 280 °C en un sistema de desorción térmica Unity (Markes UNITY serie 2, Reino Unido), los analitos se transfirieron a través de una trampa fría intermedia a un cromatógrafo de gases (Focus GC, Thermo Scientific; columna: FactorFour VF1ms (100 % PDMS) ; 30 m × 0,25 mm, 1 µm). La separación se realizó bajo una presión constante de helio (50 kPa), y la temperatura del horno comenzó a 35 °C y se mantuvo durante 7 minutos. A continuación, se aumentó la temperatura a 60 °C (8 °C/min), luego a 170 °C (5 °C/min) y finalmente a 250 °C (10 °C/min), donde se mantuvo durante 10 mín. Los compuestos separados se transfirieron (línea de transferencia a 240 °C) a un espectrómetro de masas (DSQII, Thermo Scientific), operando con ionización electrónica (70 eV) y en modo de monitoreo de iones seleccionados (SIM). Los cromatogramas se procesaron utilizando el software Thermo Xcalibur 2.2 y se analizaron treinta y dos compuestos de T&O. Se utilizó tolueno-d8 como estándar interno.

Las pruebas estadísticas se eligieron tras comprobar el tamaño de la muestra y la normalidad con la función shapiro.test. Luego, se utilizó ANOVA (función aov) o Kruskal-Wallis (función kruskal.test) para probar la hipótesis. Para probar las diferencias en la huella fenotípica, se utilizó PERMANOVA con la función adonis2.

Se utilizó un citómetro de flujo Accuri C6 Plus (BD Biosciences, Bélgica), que está equipado con cuatro detectores de fluorescencia (533/30 nm, 585/40 nm, >670 nm y 675/25 nm), dos detectores de dispersión, un Láser de 20 mW 488 nm y láser rojo de 12,5 mW 640 nm. El citómetro de flujo se operó con MilliQ (Merck Millipore, Bélgica) como fluido envolvente. El control de calidad se realizó diariamente utilizando perlas BDTM CS&T RUO (BD Biosciences, Bélgica). Las muestras se procesaron en modo de volumen fijo (25 μL) a alta velocidad.

Los archivos del estándar de citometría de flujo (.fcs) que se generaron se importaron a R (v 4.1.2) utilizando el paquete flowCore (v.2.8.0). Las células intactas se determinaron utilizando la estrategia de activación descrita en la Fig. S5. El ruido de fondo causado por los artefactos se eliminó dibujando manualmente una puerta en los datos de fluorescencia FL1 y FL3. La combinación de estos dos parámetros da como resultado la separación de señal y ruido más óptima para muestras de agua potable. Los datos de citometría de flujo de cada muestra se transformaron, discretizaron y concatenaron en un vector unidimensional que sirve como base para análisis adicionales de la comunidad fenotípica como se describe en Props et al. (2016). El análisis de la comunidad fenotípica se realizó utilizando el paquete Phenoflow (v.1.1.2). Mediante el paquete flowCore se extrajeron las densidades de células bacterianas. En la segunda etapa, para determinar los cambios en las comunidades microbianas a lo largo del tiempo y evaluar las diferencias entre los bucles separados, se realizó un análisis de la comunidad fenotípica mediante el uso de huellas dactilares por citometría de flujo. A partir de estas huellas digitales, se ejecutaron cálculos de análisis de diversidad beta y análisis de coordenadas principales (PCoA) utilizando el paquete vegano (v.2.6.2). Para evaluar la causa de ciertas diferencias en la densidad celular y la huella digital de la comunidad, todos los metadatos, como la temperatura, la presión, el caudal y la conductividad, se monitorearon y procesaron continuamente en R utilizando el paquete ggplot2 (v.3.3.6).

El proceso de análisis y los datos sin procesar se pueden encontrar en https://github.com/CMET-UGent/Garcia-Timermans_et_al_2023/.

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CG, BM, CD, TP, ZM y FW están financiados por la Fundación de Investigación – Flandes (FWO) en el proyecto FWO-SBO Biostable [número de subvención S006221N]. El trabajo forma parte de la Cátedra Aquaflanders de Agua Potable Sostenible de la Universidad de Gante, que cuenta con el apoyo de Aquaflanders, la federación de empresas flamencas responsables de la gestión del agua potable y del alcantarillado (www.aquaflanders.be). Los autores desean agradecer a Tom Thijsen de IEC (Innovation Engineering & Construction nv, Riemst, Bélgica) y Tobias Broekaart de Eurowater Bélgica por su contribución intelectual al diseño y asistencia técnica durante la puesta en marcha del piloto. Además, los autores desean agradecer a John Buffel y Mike Taghon de CAPTURE, Tom Vandermarliere de FARYS|TMVW por el apoyo técnico durante la configuración del piloto y el análisis inicial, y a Elena Torfs y Emile Cornelissen por sus comentarios sobre el manuscrito. .

Centro de Ecología y Tecnología Microbianas (CMET), Departamento de Biotecnología, Universidad de Gante, Coupure Links 653, B-9000, Gante, Bélgica

Cristina García-Timermans, Thomas Pluym, Fien Waegenaar, Nico Boon y Bart De Gusseme

Centro de Tecnología de Procesos Avanzados para la Recuperación de Recursos Urbanos (CAPTURE), Frieda Saeysstraat 1, B-9052, Gante, Bélgica

Cristina García-Timermans, Bram Malfroot, Cameron Dierendonck, Zoë Mol, Thomas Pluym, Fien Waegenaar, Jan BA Arends, Kristof Demeestere, Christophe Walgraeve, Nico Boon y Bart De Gusseme

BIOMATH, Departamento de Análisis de Datos y Modelización Matemática, Universidad de Gante, Coupure Links 653, B-9000, Gante, Bélgica

Bram Malfroot

Grupo de Tecnología Interfacial y de Partículas (PaInT), Departamento de Química y Tecnología Verdes, Universidad de Gante, Frieda Saeysstraat 1, B-9000, Gante, Bélgica

Cameron Dierendonck y Kristof Demeestere

Grupo de Investigación en Química y Tecnología Orgánicas Ambientales (EnVOC), Departamento de Química y Tecnología Verdes, Universidad de Gante, Coupure Links 653, B-9000, Gante, Bélgica

Zoë Mol y Christophe Walgraeve

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BG, BM, CG, ZM, FW, JA, CW y KD contribuyeron al diseño de la instalación. CG, BM, BG, CD, TP, ZM, FW y NB diseñaron la validación experimental. CD, TP, ZM y FW recopilaron los datos. ZM, TP, FW, CD y CG realizaron el análisis de datos. CG y BG escribieron el artículo con contribuciones de BM, CD, TP, ZM, FW, JA, NBCW y KD. Todos los autores estuvieron de acuerdo con la versión final del manuscrito.

Correspondence to Cristina García-Timermans or Bart De Gusseme.

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Nota del editor Springer Nature se mantiene neutral con respecto a reclamos jurisdiccionales en mapas publicados y afiliaciones institucionales.

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Reimpresiones y permisos

García-Timermans, C., Malfroot, B., Dierendonck, C. et al. Sistema de distribución de agua potable a escala piloto para estudiar los cambios en la calidad del agua durante el transporte. npj Agua Limpia 6, 52 (2023). https://doi.org/10.1038/s41545-023-00264-8

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Recibido: 30 de septiembre de 2022

Aceptado: 21 de junio de 2023

Publicado: 08 de julio de 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41545-023-00264-8

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